TFFで濃縮・バッファー交換するときに決める工程条件

TFFによる濃縮・バッファー交換の役割

TFFでは、限外ろ過（UF）が溶媒と小さな分子を膜の外へ出して製品を濃縮し、ダイアフィルトレーション（DF）が出ていった分だけ新しいバッファーを加えてバッファーを入れ替えます。[9][10] バイオ医薬品の工程では、通常精製の後にこの工程で最終製剤の濃度と製剤バッファーを合わせます。[12][14]

膜の選び方：分画分子量と形態

• 分画分子量（MWCO）は、残したい分子の分子量より3〜6倍小さいものを選ぶのが一般的な原則です。[5][6][7] 濃縮だけなら3倍側で十分なことが多く、バッファー交換を多く行う場合は6倍側のより緻密な膜が安全です。[5][7]
• 分子量はおおよその目安にすぎません。形・電荷・バッファー条件によって透過量が変わるため、実際の製品で透過を確認します。[5][8]
• 膜の形態には平膜カセットと中空糸（hollow fiber）があります。「中空糸のほうが常にやさしい」と決めつけるより、実際の流量・流路条件で製品品質を試験して決めるべきだという意見があります。[21][22]

運転圧力（TMP）と循環流量

TMPを上げると、はじめは透過流束（flux）もそれに応じて増えますが、ある点からはほとんど増えなくなります。[1][3] この領域で圧力だけをさらに上げると膜表面のタンパク質濃度が高くなり、ファウリングと収率低下のリスクが大きくなります。[1][2] そのため、循環流量ごとにTMPを変えて流束を測る試験（TMP excursion）で運転点を決めます。[1][2] 濃縮が進むと粘度が上がって流束や圧力が変わるため、最終濃度と交換後のバッファーで再確認します。[2][4]

バッファー交換回数（ダイアボリューム）と交換濃度

ダイアボリューム（DV）は、加えた新しいバッファーの体積をその時点の製品体積で割った値です。体積を一定に保って交換する場合、膜を自由に透過する物質は理論上C/C0 = e^(-N)で減り、5 DVで約0.7%が残ります。[9] 実際には混合不足、膜による部分的な阻止、タンパク質との結合のためにこれより除去されにくいので、残量を測定して回数を決めます。[9][10]

交換するときの濃度も決める必要があります。薄いときは流束が高いものの液量が多く、濃いときはバッファーが少なくて済むものの流束が低いため、その間に最適な濃度があります。[1][11]

高濃度でのpH・添加剤の差と最終液量

• 高濃度まで濃縮すると、電荷を持つバッファー成分（例：ヒスチジン）がタンパク質側から押し出され（Donnan効果）、最終製品のpHや添加剤濃度が加えたバッファーと異なることがあります。[12][13][14] そのため、交換バッファーの濃度やpHをあらかじめ調整しておく方法が用いられます。[12][14]
• 装置内に残る液量（hold-up）は回収量を、最小作業液量（MWV）はどこまで濃縮できるかを左右します。[15][16][17] 最後にバッファーで押し出すと回収は増えますが製品が薄まるため、それを見込んで目標よりどれだけ多めに濃縮するかを決めます。[15][16]
• 循環させずに一度の通過で濃縮するシングルパスTFF（SPTFF）は、連続工程との接続や装置内残液量を減らす方法として研究・使用されています。[23][24]

洗浄・再使用の確認

• きれいになったかどうかは、標準化純水透過性（NWP、水の流束 ÷ TMP）を初期値と比べて確認します。[18][20]
• 水酸化ナトリウム（NaOH）洗浄はよく使われますが、濃度・温度・時間は膜メーカーの資料に従います。[19][25]
• カセットを取り付けて水で洗い流した後、使用前に完全性試験を行います。[19][20]

工程条件チェックリスト

出典